Zgodnie z założeniami projektu dokonano oceny następujących parametrów immunologicznych u dzieci z XLA i CVID:
a) charakterystykę fenotypu limfocytów i monocytów krwi obwodowej,
b) zdolność limfocytów T krwi obwodowej do proliferacji (po stymulacji przeciwcialami anty-CD3 i PHA)
c) poziom syntezy cytokin w hodowlach limfocytów indukowanych przeciwciałami anty-CD3.
Badania fenotypu limfocytów obejmowały określenie ekspresji następujących receptorów błonowych:
1) limfocytów T (CD3, CD4, CD8, CD28), komórek NK (CD56) oraz limfocytów B (CD19),
2) izoform powszechnego antygenu leukocytarnego (CD45Ag), tj. CD45RA, CD45RO oraz CD45RB w populacjach limfocytów T CD4+ oraz T CD8+ ,
3) koekspresji receptora CD27 z izoformami CD45RA i CD45RO w populacjach komórek T CD4+ i CD8+
4) koekspresji receptora CD27 i CD28 w populacjach limfocytów T CD4+ i CD8+
Badania fenotypu monocytów krwi obwodowej obejmowały ocenę ekspresji niektórych receptorów o funkcji kostymulacyjnej oraz efektorowej i dotyczyły receptorów CD11a, CD86, HLA-DR, CD54, CD14 oraz CD16.
Ekspresję receptorów błonowych limfocytów i monocytów określano techniką cytometrii przepływowej przy użyciu cytometru firmy Coulter, typu EPICS XL-MCL oraz (w niektórych badaniach), a także cytometru typu FASC-scan firmy Becton-Dickinson. Określano % komórek pozytywnych dla każdego markera błonowego oraz intensywność fluorescencji (FI), mierzoną jako tzw „mean channnel number”.
Barwień przy użyciu swoistych przeciwciał monoklonalnych (sprzężonych z fluoresceiną-FITC fikoerytryną –PE oraz PerCp dokonywano w populacji jednojądrzastych komórek krwi obwodowej (PBMC) izolowanych na gradiencie gęstości (Lymphoprep, Nycomed, Oslo, Norwegia) wg. procedur uprzednio opisanych i opublikowanych (1-4).
Test proliferacji limfocytów przy użyciu przeciwciał anty-CD3 (Sigma) oraz PHA (Sigma) przeprowadzano w trzydniowych hodowlach, w mikropłytkach hodowlanych, w medium hodowlanym (RPMi-1640 + 5% inaktywowanej surowicy ludzkiej). Wyniki podano w imp/mi (4,5).
Poziom syntezy cytokin (IFN-gamma, TNF-alfa, IL-10, IL-12, IL-6 oraz IL-13) określano po 48 godzinach aktywacji PBMC ( 1 x 106 /ml) z przeciwciałami anty-CD3 (100 ng/ml). Po zakończeniu inkubacji komórki wirowano, supernatant zachowywano i określano poziom cytokin technika immunoenzymatyczną ELISA, przy uzyciu fabrycznie przygotowanych zestawów (firmy Becton-Dickinson), wg. procedur uprzednio opisanych (6).
II a Omówienie wyników
Wyniki badań immunologicznych przedstawiono w tabelach od 1-12. Generalnie wskazują one zaburzenia zarówno w zakresie ekspresji markerów błonowych limfocytów i monocytów jak i defekt w zakresie niektórych parametrów czynnościowych, szczególnie u chorych z CVID.
Tabela 1. Charakterystyka fenotypowa podstawowych subpopulacji limfocytów u dzieci z CVID oraz XLA
Lymphocyte types
Control (C)
n=45
CVID (A)
n=19/20
XLA (B)
n=11
% median [–95%CI¸+95%CI]
46,00 a [42,6÷48,3]
40,00 a [33,3÷44,4] ¯
34,00 [27,5÷47,6]
Abs. Cell count/mm3
Median [–95%CI¸+95%CI]
3219,00 a
[3185,1÷37772,9]
2085,00 a
[1774,8÷2519,2]¯
3094,00
[2041,6÷4226,4]
77,00 b [75,1÷78,6]
76,00 c [72,5÷80,5]
88,00 b,c [82,6÷91,3]
FI median [–95%CI¸+95%CI]
23,60 a [20,6÷23,6]
16,85 a [14,3÷18,9]¯
20,50 [14,2÷25,1]
2898,01 a
[2469,1÷2898,0]
1676,00 a,c
[1346,3÷2264,4]¯
2937,00 c
[2056,0÷3699,2]
47,00 a [46,1÷50,0]
39,00 a,c [36,4÷46,6]¯
46,00 c [44,5÷55,1]
32,10 a,b [31,4÷34,7]
21,10 a [17,4÷23,6]¯
20,70 b [17,2÷28,0]¯
1860,78 a
[1527,3÷1860,8]
836,00 a,c
[708,2÷1202,5]¯
1730,00 c
[1040,9÷1942,8]
27,00 b [25,9÷28,7]
29,00 [24,0÷34,9]
30,00 b [27,3÷38,7]
42,30 a,b [40,1÷44,8]
60,8 a [40,1÷63,8]
60,10 b [47,4÷67,1]
905,00 a
[851,0÷971,6]
591,00 a
[485,9÷936,4]¯
1036,00
[699,4÷1498,1]
median [–95%CI¸+95%CI]
1,7 [1,7÷2,0]
1,4 [1,1÷2,6]
1,5 [1,0÷2,4]
13,00 b [9,6÷14,3]
15,50 c [11,2÷19,1]
_ b,c
5,30 a,b [3,9÷5,6]
6,60 a,c [5,6÷7,4]
Abs. cell count/mm3
278,00 b
[262,4÷386,7]
322,00 c
[226,6÷512,5]
que-hiciste